誘導原理:

       E.coli的乳糖操縱子（元）含Z、Y及A三個結構基因，分別編碼半乳糖苷酶、透酶和乙酰基轉移酶，此外還有一個操縱序列O、一個啟動序列P及一個調節 基因I。I基因編碼一種阻遏蛋白，后者與O序列結合，使操縱子（元）受阻遏而處于關閉狀態。在啟動序列P上游還有一個分解（代謝）物基因激 活蛋白（CAP）結合位點。由P序列、O序列和CAP結合位點共同構成lac操縱子的調控區，三個酶的編碼基因即由同一調控區調節，實現基因產物的協調表達 。
      在沒有乳糖存在時，lac操縱子（元）處于阻遏狀態。此時，I序列在PI啟動序列操縱下表達的Lac阻遏蛋白與O序列結合，阻礙RNA聚合酶與P序列結 合，抑制轉錄起動。當有乳糖存在時，lac操縱子（元）即可被誘導。在這個操縱子（元）體系中，真正的誘導劑并非乳糖本身。乳糖進入細胞，經β-半乳糖苷酶催化，轉變為異乳糖。后者作為一種誘導劑分子結合阻遏蛋白，使蛋白構象變化，導致阻遏蛋白與O序列解離、發生轉錄。異丙基硫代半乳糖苷（IPTG）的作用與異乳糖相同，是一 種作用*的誘導劑，不被細菌代謝而十分穩定，因此被實驗室廣泛應用。

實驗材料準備:

1、誘導表達材料：
( 1 ) LB (Luria—Bertani))培養基：
酵母膏 (Yeast extract) 5g 蛋白胨 (Peptone) 10g
NaCl 10g 瓊脂 (Agar) 1-2%
蒸餾水 (Distilled water) 1000ml pH 7.0
適用范圍：大腸桿菌
( 2 ) IPTG 貯備液：
2 g IPTG溶于10 mL 蒸餾水中,0 . 22 μm 濾膜過濾除菌,分裝成1 mL /份,-20 ℃ 保存.
( 3 ) l× 凝膠電泳加樣緩沖液：
50 mmol / L Tris -CI ( pH 6 . 8 )
50 mmol / L DTT
2 % SDS (電泳級)
0.1 % 溴酚藍
10 % 甘油
2、大腸桿菌包涵體的分離與蛋白純化材料：
1 )酶溶法
(1)裂解緩沖液：
50 mmol / L Tris-CI ( pH 8 . 0 )
1 mmol / L EDTA
100 mmol / LNaCI
(2)50 mmol / L 苯jia基磺酰氟(PMSF ).
(3)10 mg / mL 溶菌酶.
(4)脫氧膽酸.
(5)1 mg / mL DNase I.
2 )超聲破碎法
( 1 ) TE 緩沖液.
( 2 ) 2×SDS -PAGE 凝膠電泳加樣緩沖液：
100 mmol / L Tris-HCI ( pH 8 . 0 )
100 mmol / L DTT
4 %SDS
0.2 % 溴酚藍
20 % 甘油

1、外源基因的誘導表達：
(1)用適當的限制性內切核酸酶消化載體DNA 和目的基因.
( 2 )按連接步驟連接目的基因和載體,并轉化到相應的宿主菌.
( 3 )篩選出含重組子的轉化菌落,提取質粒DNA 作限制性內切核酸酶圖譜,DNA 序列測定,
確定無誤后進行下一步.
( 4 )如果表達載體的原核啟動子為PL 啟動子,則在30 -32 ℃ 培養數小時,使培養液的OD600達0.4-0.6 ,迅速使溫度升至42 ℃ 繼續培養3 -5h ;如果表達載體的原核啟動子為tac 等,則37 ℃培養細菌數小時達到對數生長期后加IPTG 至終濃度為1 mmol / L.繼續培養3 -5h .
( 5 )取上述培養液1 mL , 1000g 離心,1 min ,沉淀,加100 μL 聚丙烯酰胺凝膠電泳上樣緩沖液后,作SDS -PAGE 檢測.
2、大腸桿菌包涵體的分離與蛋白質純化：
細菌的裂解
常用方法有：① 高溫珠磨法;② 高壓勻漿;③ 超聲破碎法;④ 酶溶法;⑤ 化學滲透等.前三種方法屬機械破碎法,并且方法① 、② 已在工業生產中得到應用,后三種方法在實驗室研究中應用較為廣泛.下面介紹酶溶法和超聲破碎法的實驗步驟.
酶溶法.常用的溶解酶有溶菌酶;β-1,3 -葡聚糖酶;β-1,6 -葡聚糖酶;蛋白酶;殼多糖酶;糖昔酶等.溶菌酶主要對細菌類有作用,而其他幾種酶對酵母作用顯著.主要步驟為：
4 ℃ ,5000rpm 離心,15 min ,收集誘導表達的細菌培養液(100 mL ).棄上清,約每克濕菌加3 mL 裂解緩沖液,懸浮沉淀.